Leica Novocastra CD20 Mode D'emploi page 28

Kvalitetskontrol
Forskelle i behandlingen af væv og forskelle i tekniske procedurer i brugerens laboratorium kan frembringe betydeligt varierende
resultater og nødvendiggøre regelmæssig udførelse af kontroller på stedet ud over nedenstående procedurer.
Kontrollerne skal være friske autopsier/biopsier/kirurgiske prøver fikseret i formalin og behandlet og indstøbt i paraffin så hurtigt som
muligt på samme måde som patientprøver.
Positiv Vævskontrol
Anvendes til påvisning af, at vævet er fremstillet korrekt, og at der er anvendt korrekte farvningsteknikker.
Der bør inkluderes en positiv vævskontrol for hvert sæt testbetingelser i hver farvekørsel.
Svagt positivt farvet væv er mere egnet end kraftigt positivt farvet væv til optimal kvalitetskontrol og påvisning af små niveauer af
reagensnedbrydning.
2
Anbefalet positivt kontrolvæv er tonsil.
Hvis den positive vævskontrol ikke udviser positiv farvning, skal resultater af testprøverne kasseres.
Negativ Vævskontrol
Skal undersøges efter den positive vævskontrol for at sikre, at det primære antistof mærker målantigenet specifikt.
Anbefalet negativt kontrolvæv er cerebellum.
Alternativt frembyder de mange forskellige celletyper, der er til stede i de fleste vævssnit, ofte negative kontrolsteder, men dette skal
verificeres af brugeren.
Uspecifik farvning har, hvis til stede, ofte et diffust udseende. Sporadisk farvning af bindevæv kan ligeledes observeres i vævssnit af
væv, der er fikseret for kraftigt i formalin. Anvend intakte celler til fortolkning af farvningsresultaterne. Nekrotiske eller degenererede
celler farves ofte mere uspecifikt. Der kan eventuelt ses falske positive resultater, der skyldes non-immunologisk binding af proteiner
3
eller substratreaktionsprodukter. Dette kan ligeledes skyldes endogene enzymer, såsom pseudoperoxidase (erytrocytter), endogen
peroxidase (cytochrom C) eller endogent biotin (f.eks. lever, bryst, hjerne, nyre) afhængigt af den anvendte type immunfarve. For
at differentiere mellem endogen enzymaktivitet eller uspecifik enzymbinding og specifik immunreaktivitet kan yderligere patientvæv
eventuelt farves udelukkende med henholdsvis substratkromogen eller enzymkomplekser (avidin-biotin, streptavidin, mærket polymer)
og substratkromogen. Hvis der optræder specifik farvning i den negative vævskontrol, skal resultaterne af patientprøverne kasseres.
Negativ Reagenskontrol
Anvend en uspecifik negativ reagenskontrol i stedet for det primære antistof på et vævssnit af hver patientprøve for at vurdere uspecifik
farvning og muliggøre bedre fortolkning af specifik farvning på antigenstedet.
Patientvæv
Eksaminer patientprøver farvet med NCL-L-CD20-L26 sidst. Intensiteten af positiv farvning bør vurderes i sammenhæng med eventuel
uspecifik baggrundsfarvning af den negative reagenskontrol. Som med alle immunhistokemiske tests betyder et negativt resultat, at
antigenet ikke blev påvist. Ikke at antigenet var fraværende i de analyserede celler eller det analyserede væv. Om nødvendigt anvendes
et panel af antistoffer til identifikation af falske negative reaktioner.
Forventede Resultater
Normalt væv
Klon L26 detekterer CD20-antigen på celleoverfladen på celler af B-celle-afstamning, undtagen plasmaceller. (Samlet antal evaluerede,
normale tilfælde = 96).
Abnormt væv
Klon L26 farvede 105/106 diffuse storcellede B-celle-lymfomer, 11/11 follikulære lymfomer, 10/11 kroniske lymfocytiske lymfomer,
2/11 Hodgkins sygdom, 7/7 mantlecelle-lymfomer, 1/1 akut lymfoblastisk B-celle-lymfom og 1/1 marginalzone-lymfom. Bortset fra
reaktive B-celler, sås ingen farvning af anaplastiske storcellede T-celle-lymfomer (0/7), angioimmunoblastiske T-celle-lymfomer (0/4), T/
NK-celle-lymfomer (0/3), et perifert T-celle-lymfom (0/1), et T-celle-lymfom (0/1), et primitivt akut lymfoblastisk B/T-celle-lymfom (0/1),
hjernetumorer (0/2), tumorer i esophagus (0/2), tumorer i larynx (0/1), tumorer i thymus (0/1), thyreoideatumorer (0/4), brysttumorer (0/2),
mavetumorer (0/2), bløddelstumorer (0/2), tumorer i tungen (0/2), lungetumorer (0/4), metastaserende tumorer af ukendt oprindelse
(0/2), levertumorer (0/4), nyretumorer (0/2), ovarietumorer (0/4), tumorer i cervix (0/2), testistumorer (0/2), colontumorer (0/2), tumorer i
rektum (0/2) eller hudtumorer (0/2). (Samlet antal evaluerede tumortilfælde = 209).
NCL-L-CD20-L26 anbefales til anvendelse som en del af et antistofpanel til hjælp ved karakterisering af B-celle-forstyrrelser.
Generelle Begrænsninger
Immunhistokemi er en diagnostisk proces bestående af mange trin, der omfatter specialiseret uddannelse i valg af passende reagenser,
vævsselektion, -fiksering og -behandling samt fremstilling af IHC-objektglas og fortolkning af farvningsresultaterne.
Vævsfarvning er afhængig af håndteringen og behandlingen af vævet inden farvning. Forkert fiksering, frysning, optøning, vask, tørring,
opvarmning, sektionering eller kontaminering med andet væv eller andre væsker kan frembringe artefakter, indfangning af antistof
eller falske negative resultater. Inkonsistente resultater kan skyldes variationer i fikserings- og indstøbningsmetoder eller irregulariteter
indeholdt i vævet.
4
For kraftig eller ukomplet kontrastfarvning kan gøre korrekt fortolkning af resultaterne vanskelig.
Klinisk fortolkning af farvning eller mangel derpå skal suppleres med morfologiske undersøgelser under anvendelse af passende
kontroller og bør evalueres i sammenhæng med patientens kliniske historie og andre diagnostiske tests af en kvalificeret patolog.
Antistoffer fra Leica Biosystems Newcastle Ltd er som angivet beregnet til anvendelse på enten frosne eller paraffinindstøbte vævssnit
med specifikke krav til fiksering. Der kan forekomme uventet antigenekspression, navnlig i neoplasmer. Den kliniske fortolkning af alle
farvede vævssnit skal indbefatte morfologisk analyse og evaluering af passende kontroller.
CD20-L26-L-CE
Page 27