Leica Novocastra CD20 Mode D'emploi page 13

infektiös zu behandeln und daher mit entsprechender Vorsicht zu entsorgen. Reagenzien dürfen niemals mit dem Mund pipettiert
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werden, und jeglicher Kontakt der Reagenzien und Proben mit Haut und Schleimhäuten ist zu vermeiden. Falls Reagenzien oder Proben
mit empfindlichen Bereichen in Kontakt gekommen sind, müssen diese mit reichlich Wasser gespült werden. Ärztlichen Rat einholen.
Die mikrobielle Verunreinigung von Reagenzien ist zu minimieren, da ansonsten eine erhöhte unspezifische Färbung auftreten kann.
Falls die spezifizierten Inkubationszeiten oder –temperaturen nicht eingehalten werden, kann es zu fehlerhaften Ergebnissen kommen.
Jegliche Abweichungen von den angegebenen Werten müssen vom Benutzer verifiziert werden.
Qualitätskontrolle
Unterschiede bei der Gewebebearbeitung und den technischen Verfahren im Labor des Benutzers können zu signifikanten
Schwankungen bei den Ergebnissen führen. Daher ist es wichtig, zusätzlich zu den folgenden Verfahren regelmäßige laborinterne
Kontrollen durchzuführen.
Die Kontrollen sollten mit frischen Autopsie-/Biopsie-/chirurgischen Proben vorgenommen werden, die so bald wie möglich und auf
dieselbe Weise wie die Patientenprobe(n) in Formalin fixiert, behandelt und in Paraffin eingebettet worden sind.
Positive Gewebekontrolle
Zeigt korrekt vorbereitete Gewebe und korrekte Färbetechniken an.
In jedem Färbelauf sollte für jeden Satz Testbedingungen eine positive Gewebekontrolle durchgeführt werden.
Gewebe mit schwach positiver Färbung ist für die optimale Qualitätskontrolle und den Nachweis kleiner Minderungen in der
Reagenzleistung besser geeignet als ein Gewebe mit stark positiver Färbung.
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Als positive Gewebekontrolle wird Tonsille empfohlen.
Falls das positive Kontrollgewebe keine positive Färbung nachweisen kann, sollten die mit den Testproben erzielten Ergebnisse als
ungültig betrachtet werden.
Negative Gewebekontrolle
Die negative Gewebekontrolle sollte nach der positiven Gewebekontrolle erfolgen, um die Spezifität der Zielantigenmarkierung durch
den primären Antikörper zu verifizieren.
Als negative Gewebekontrolle wird Zerebellum empfohlen.
Alternativ bietet die Vielfalt unterschiedlicher Zelltypen, die in den meisten Gewebeschnitten vorliegen, häufig Stellen für eine negative
Kontrolle. Jedoch sollte dies vom Benutzer verifiziert werden.
Liegt eine unspezifische Färbung vor, hat diese gewöhnlich ein diffuses Erscheinungsbild. Eine sporadische Färbung des Bindegewebes
kann ebenfalls in Schnitten von übermäßig formalinfixierten Geweben beobachtet werden. Zur Bewertung der Färbeergebnisse intakte
Zellen verwenden. Nekrotische oder degenerierte Zellen werden oft unspezifisch gefärbt. Falsch-positive Ergebnisse können aufgrund
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einer nichtimmunologischen Bindung von Proteinen oder Substratreaktionsprodukten beobachtet werden. In Abhängigkeit von der
Art der verwendeten Immunfärbung können solche Ergebnisse auch durch endogene Enzyme wie Pseudoperoxidase (Erythrozyten),
endogene Peroxidase (Zytochrom C) oder endogenes Biotin (beispielsweise Leber, Mamma, Gehirn, Niere) hervorgerufen werden.
Um eine endogene Enzymaktivität bzw. eine unspezifische Enzymbindung von einer spezifischen Immunreaktivität zu unterscheiden,
können zusätzliche Patientengewebe ausschließlich mit Substratchromogen bzw. mit Enzymkomplexen (Avidin-Biotin, Streptavidin,
markiertes Polymer) plus Substratchromogen gefärbt werden. Falls im negativen Kontrollgewebe eine spezifische Färbung auftritt,
sollten die Ergebnisse mit den Patientenproben als ungültig betrachtet werden.
Negative Reagenzkontrolle
Zur Beurteilung einer unspezifischen Färbung und zur besseren Bewertung einer spezifischen Färbung an der Antigenstelle ist mit einem
Schnitt jedes Patientenpräparates anstelle des primären Antikörpers eine unspezifische negative Reagenzkontrolle zu verwenden.
Patientengewebe
Die mit NCL-L-CD20-L26 gefärbten Patientenproben müssen zuletzt untersucht werden. Eine positive Färbeintensität ist im Kontext
einer unspezifischen Hintergrundfärbung der negativen Reagenzkontrolle zu bewerten. Wie bei jedem immunhistochemischen
Test bedeutet ein negatives Ergebnis, dass das Antigen nicht nachgewiesen wurde. Ein negatives Ergebnis bedeutet jedoch nicht
notwendigerweise, dass das Antigen in den getesteten Zellen / im getesteten Gewebe nicht vorlag. Bei Bedarf sollte zur Identifizierung
falsch-negativer Reaktionen eine Gruppe von Antikörpern verwendet werden.
Erwartete Ergebnisse
Normale Gewebe
Klon L26 weist das CD20-Antigen auf der Oberfläche von Zellen der B-Zelllinie, mit Ausnahme von Plasmazellen, nach. (Anzahl der
insgesamt untersuchten Normalgewebeproben = 96).
Anomale Gewebe
Klon L26 zeigte bei 105/106 diffusen großzelligen B-Zell-Lymphomen, 11/11 follikulären Lymphomen, 10/11 chronischen
lymphozytischen Lymphomen, 2/11 Fällen von Morbus Hodgkin, 7/7 Mantelzell-Lymphomen und je einem Vorläufer-B-lymphoblastischen
Lymphom (1/1 ) und Marginalzonen-Lymphom (1/1) eine Färbung. Abgesehen von reaktiven B-Zellen wurde beim anaplastischen
großzelligen T-Zell-Lymphom (0/7), angioimmunoblastischen T-Zell-Lymphom (0/4) und T/NK-Zell-Lymphom (0/3), bei je einem
peripheren T-Zell-Lymphom (0/1), T-Zell-Lymphom (0/1) und Vorläufer-B/T-lymphoblastischen Lymphom (0/1), bei Tumoren von Gehirn
(0/2), Ösophagus (0/2), Larynx (0/1), Thymus (0/1), Schilddrüse (0/4), Brust (0/2), Magen (0/2), Zunge (0/2), Lunge (0/4), Leber (0/4),
Niere (0/2), Eierstöcken (0/4), Zervix (0/2), Testikeln (0/2), Colon (0/2), Rektum (0/2) oder der Haut (0/2) sowie bei Weichteiltumoren
(0/2) und metastatischen Tumoren unbekannten Ursprungs (0/2) keine Färbung nachgewiesen. (Anzahl der insgesamt untersuchten
Proben von Tumorgewebe = 209).
NCL-L-CD20-L26 wird für die Verwendung im Rahmen eines Antikörper-Panels bei der Diagnostik von B-Zell-Erkrankungen
empfohlen.
CD20-L26-L-CE
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